Состояние естественной резистентности и иммунологической реактивности у новорожденных телят при колибактериозе

большой экономический ущерб, вследствие гибели телят, затрат труда и средств на лечение больных, а также за счет вынужденного выращивания слабого, недоразвитого после переболевания молодняка. Все это отрицательно сказывается на воспроизводствe стада, как одного из важнейших факторов роста поголовья и повышения продуктивности животных.

В комплексе задач по профилактике и лечению колибактериоза важное место занимает специфическая и неспецифическая иммунологическая реактивность, и ее коррекция посредством различных иммуномодуляторов и антисекреторных факторов.

Учитывая, что молозиво является единственным источником иммуноглобулинов, а, следовательно, и иммунологической защиты, т.е. специфической резистентности, необходимо создавать такие условия содержания и кормления стельных коров, чтобы добиться увеличения выхода молозива с высоким уровнем иммуноглобулинов и широкой противомикробной специфичностью. Основная часть иммуноглобулинов поступает в секрет молочной железы из крови в неизменном состоянии, аккумулируясь в молозиве за 3-9 дней до отела. Основным иммуноглобулином молозива коров является IgG. Иммуноглобулины классов М и А частично синтезируются плазматическими клетками молочной железы. По данным E. W. Fisher, A. A. Martinez, Z. Traianin, 1975; В. М. Чекишев, В. М. Васильев, А. И. Кабанцев, 1983; H. Balbierz, M. Nicolaijczuk, J. Zeilinski, 1983; Н. В. Матузенко, Е. В. Андреев, А. И. Собко, 1990; Д. Н. Масюк, 1997, уровень IgG в молозиве первого удоя составляет 73,4-122,2 мг/мл, IgM и IgA – соответственно 6,0 и 8,0 мг/мл.

По нашим данным, содержание иммуноглобулинов различных классов значительно варьирует, особенно заметно превалирует концентрация IgG в секрете молочной железы и в сыворотке крови по сравнению с IgМ и IgА. Количественное содержание IgG в молозиве составляло 49,5±0,21 мг/мл, тогда как концентрация IgМ и IgА равнялась соответственно 4,16±0,16 мг/мл и 3,93±0,28 мг/мл.

Содержание IgG в сыворотке крови равнялось 18,29±0,27 мг/мл, в то время как концентрация IgМ и IgА составляла соответственно 2,54±0,07 мг/мл и 0,49±0,02 мг/мл.

При изучении количественного содержания иммунных глобулинов в сыворотке молока установили значительное превышение IgG (0,59±0,03 мг/мл) в сопоставлении с уровнем IgМ (0,05±0,01 мг/мл) и IgА (0,13±0,01 мг/мл).

Процентное отношение содержания иммунных глобулинов в сыворотке крови и секрете молочной железы коров к общему уровню иммуноглобулинов составило соответственно в сыворотке крови IgG — 85,78 %; IgМ — 11,92 и IgА — 2,3 %. В сыворотке молозива эти показатели равнялись: IgG — 85,96 %; IgМ — 7,25 и IgА — 6,82 %.

Процентное отношение содержания иммунных глобулинов в сыворотке молока к общему уровню составило: IgG 76,62; IgМ — 6,50 и IgА — 16,88.

Установлено [Ю. Н. Федоров, 1996], что однократная дача молозива с содержанием 80 мг/мл телятям через 6, 12, 36 и 48 ч после рождения дает средние показатели иммуноглобулинов в сыворотке телят соответственно 66; 47; 12; 7 и 6 % от 100 % рассчитанного предложенного количества иммуноглобулинов.

Следовательно, чем раньше новорожденный теленок получит первое молозиво, тем более высокий уровень иммуноглобулинов поступает в кровоток.

Иммунологический статус, а, следовательно, своевременность и адекватность получения молозива у новорожденных телят контролировали в условиях хозяйства. С этой целью использовали цинк-сульфатный и натрий сульфитный тесты. Наиболее простым и информативным был пробирочный тест с сульфатом натрия. Данный метод давал возможность определять своевременность получения телятами молозива после рождения, принимать меры направленные на повышение иммунологического статуса. Это достигалось как дополнительной дачей молозива так и пероральным введением колостральной сыворотки и лактоглобулина, согласно методическим указаниям, утвержденным НТС МСХ и продовольствия Республики Молдова, Кишинев, 1994.

На значения молозива для новорожденных впервые указали Th. Smith and R. B. Little, 1922, которые предполагали, что телята приобретают защиту против белого поноса, получением из молозива материнских антител и демонстрировали защиту морских свинок протективными веществами молозива, против определенных штаммов Е. coli.

Однако, протективное действие молозива можно представить не как универсальное, а как лимитирующее и специфическое, так как определенные штаммы Е. coli против которых молозиво становится неэффективным, постепенно становятся доминантными.

При определении уровня иммуноглобулинов в сыворотке крови новорожденных телят установили, что концентрация колостральных иммунных глобулинов в крови телят до приема молозива составила 0,18±0,08 мг/мл. Этот уровень, главным образом, связан с IgG. Через 24 ч после выпойки молозива содержание иммуноглобулинов достигало 23,94±1,71 мг/мл или увеличилось в 133 раза.

Новорожденные телята с содержанием иммуноглобулинов 23,94±1,71 мг/мл (доверительный интервал 19,19-28,69 мг/мл) переболевали легкой формой диареи на третьи сутки. Даже такая высокая концентрация иммуноглобулинов не обеспечивает иммунологический статус новорожденных телят, что связано со значительной инфицированостью внешней среды и снижением вследствие этого защитного уровня молозива.

Содержание иммуноглобулинов через 24 ч в сыворотке крови телят сильно варьировало в составило от 19,85 до 29,11 мг/мл. Такая разница объясняется количеством проглоченного теленком молозива.

Способность новорожденных животных адаптироваться к изменениям внешней среды лимитировано и изменение условий, не влияющих на взрослых животных, может плохо отразиться на состоянии здоровья телят. Известно, что стресс является способствующим фактором возникновения диареи у телят. Причиной стресса могут быть различные условия внешней среды, порой самые безобидные и поэтому весьма трудно их предотвратить. Даже перемещение является причиной стресса, который приводит к увеличению уровня заражения инфекционными агентами. Низкая температура, сквозняки, влажная подстилка способствуют возникновению и распространению инфекции. Следовательно, иммунологический статус, необходимый для защиты организма зависит от количества молозива, проглоченного теленком в первые минуты жизни и условий внешней среды.

При концентрации иммуноглобулинов 15,37±0,19 мг/мг (доверительный интервал 14,82-15,90 мг/мл) у животных отмечали септическую форму диареи, депрессию, дегидратацию. Возникновение болезни характеризовалось профузным поносом, усиленной перистальтикой кишечника, запавшими глазами, телята не могли стоять и погибали в 7-10-дневном возрасте. Существенное уменьшение концентрации иммунных глобулинов ассоциировалось с тяжелой формой дегидратации и диареей.

Анализируя результаты абсорбции колостральных иммуноглобулинов новорожденными телятами, необходимо отметить, что всасывание иммуноглобулинов происходит в кишечнике и через лимфатические пути они попадают в кровь. Иммуноглобулины появляются в лимфе через 1-2 ч после поступления их в двенадцатиперстную кишку животных. Однако, факторы, обеспечивающие всасывание нерасщепленных молекул белка, как и причины, по которым оно становится невозможным, до настоящего времени изучены недостаточно.

Некоторые авторы [J. E. Butler, C. A. Kiddy, C. Maxwele, M. B. Hylton, A. Asofsky, 1971; J. E. Butler, C. Maxwele, 1972; P. Dobbelaar, I. P. T. M. Noordhuizen and Van K. A. S. Keulen, 1987] указывают на существовании специальных внутриклеточных рецепторов узнавания, обеспечивающих передачу белков в крови. Исследования механизмов транспорта и катаболизма иммуноглобулинов in vitro показывает, что на первых этапах всасывания формируется комплекс между иммуноглобулинами и специфическими рецепторами энтероцитов. Во взаимодействии с рецепторами клеток кишечника участвует Fc-фрагмент иммуноглобулинов. По-видимому, связывание иммуноглобулинов с клетками предохраняет их от катаболизма и способствует транспорту в крови.

Дальнейшее изучение колострального иммунитета новорожденных и выживаемости животных в неонатальный период связано с разработкой ряда вопросов выяснения механизма абсорбции иммуноглобулинов у новорожденных животных и роли иммуноглобулинов различных классов в создании колострального иммунитета; изучение клеточного колострального иммунитета; определения наиболее важных факторов, оказывающих влияние на содержание иммуноглобулинов в молозиве и сыворотке крови; унификация методов исследования содержания иммуноглобулинов с целью получения сопоставимых данных.

Изучая активность антител против К-антигена Е. coli в молозиве и в сыворотке крови телят 1-2 -дневного возраста, установили, что она была меньшей, чем активность против О-антигенов. Различная концентрация антител (титр) в сыворотке новорожденных телят против К- и О-антигенов Е. coli указывает, что кормление молозивом может стимулировать или подавлять синтез антител к определенным антигенам в одинаковой степени независимо от места их локализации в бактериальных клетках[B. Kaijser, S. Ahlstedt, 1977].

Иммуноглобулины в молозиво извлекаются селективной секрецией из сыворотки крови коров. Следовательно, специфичность антител в молозиве определяется специфичностью антител в сыворотке крови коров. Кроме того, уровень антител в сыворотке крови коров зависит от воздействия на иммунокомпетентные клетки специфических антигенов-иммуногенов, то есть активность антител молозива коров является рефлекторным отражением специфичности антигена. Вероятно, если определенные серотипы Е. coli имеются во внешней среде (коровник, родильное отделение), коровы впоследствии продуцируют специфические антитела и передают их через молозиво телятам. это имеет место в том случае, когда инвазионные и вирулентные серотипы Е. coli вызывают антигенную стимуляцию иммунокомпетентных клеток большую, чем не вирулентные штаммы.

Высший средний титр колостральных антител против К-антигена Е. coli был установлен против штамма Е. coli О137:К79. Идентификация антител в сыворотке молозива и в сыворотке крови телят против серотипов Е. coli О78:К80 и О119:К69 в более низких титрах и низшей частоте, может постулироваться их незначительной вирулентностью, инвазивнностью или тем, что антитела обладают перекрестной реакцией защиты и не специфичны для этих серотипов.

Результаты абсолютного теста сыворотки молозива и сыворотки крови телят указывают на перекрестную абсорбцию антител против Е. coli К- антигенов исследуемых серотипов. Перекрестная абсорбция была, особенно, очевидной с 2-типами В антигенов, так как абсорбция с 1 антигеном идентифицирует антитела против 2 антигенов (О78:К80 и О119:К69). Эти данные подтверждают значительную перекрестную реактивность антител к К-антигенам. Такая кросс-реактивность антител обеспечивает защиту неонатальных телят против инфекции с более чем 1 штаммом Е. coli. Следовательно, антитела с перекрестной активностью против К-антигенов Е. coli в естественных условиях способствует повышению резистентности неонатальных телят против различных штаммов.

Корреляционные таблицы биохимических показателей крови новорожденных телят указывает, что определенные параметры имеют очень сходные поведение (например, 1 и 4 бикарбонатная концентрация изменяется, непосредственно, в зависимости от рН крови, феномен хорошо известный). На другие параметры передается их обратная связь, как например, частичное соприкосновение с противоположной связью СО₂ и О₂.

Кроме того, корреляционный анализ показывает на сопротивление между парциальным давлением О₂ в венозной крови и показателями кислотно-щелочного равновесия, в частности парциального давления СО₂ в порядке нейтрализации метаболического ацидоза в нормальном противодействии уменьшающим количества О₂ в тканях. Следовательно, снижение парциального давления СО₂ указывает на уменьшение количества О₂ в тканях.

Данные исследования показывают, что выжевшие телята имеют преимущество в количественном отношении изучаемых величин перед павшими животными.

Концентрация калия (мера катаболизма) имеет тенденцию к увеличению, в то время как концентрация натрия в крови уменьшается.

При тестировании естественной резистентности организма развивающихся животных принципиально важным является вопрос о подборе тест-микроба. Данные эпизоотологического анализа подтверждают, что во время внутриутробного развития инфекционную патологию у крупного рогатого скота вызывает преимущественно грамотрицательная микрофлора, поэтому для определения противомикробной активности факторов естественной резистентности (фагоцитоз, лизоцимная, бактерицидная активность), использовали в качестве тест культуры эшерихии. Так как, по значимости в патологии крупного рогатого скота, экологической пластичности, изученности свойств, доступности для поддержания и использования требованиям, предъявляемым к тест культурам, эшерихии являются наиболее подходящей моделью.

При тестировании фагоцитарной активности лейкоцитов телят подбирали соотношение тест-микроба и фагоцитирующих элементов, не допуская перегрузки последних, что особенно важно для новорожденных животных. Во избежание паралича фагоцитов, вызываемого патогенными факторами, в качестве тест микроба использовали культуру не вирулентного штамма.

При определении бактерицидной активности особое внимание уделяли подбору экспозиции контактирования тест- микроба с исследуемой пробой и тест штамма эшерихий, колонии, которых для полноценного выявления противомикробных свойств сыворотки должны быть в гладкой, а не в вариантных формах.

Лизоцимную активность определяли с учетом замедленной активности фермента крупного рогатого скота, тщательной подготовки материала к исследованию, что позволяло избегать ошибок, связанных с действием на тест-микробы других метрических факторов исследуемой пробы.

Тестирование комплементарной активности сыворотки крови было основано на подборе индикаторной системы, чувствительной к комплементу крупного рогатого скота, который не вызывает лизиса эритроцитов в классической гемолитической системе, вероятно, из-за лимитирующего содержания отдельных компонентов [П. А. Емельяненко, О. И. Грызлова, Г. Н. Печникова и М. Н. Тулупова, 1980].

Для определения пропердина использовали модифицированный метод, как более доступный из-за удешевления источника комплемента и уменьшения объема проб исследуемого материала [О. Н. Грызлова, П. А. Емельяненко, В. Н. Денисенко, 1978].

Анализируя показатели неспецифической иммунологической реактивности новорожденных телят, необходимо отметить, что уровень фагоцитарной активности и фагоцитарной интенсивности в крови телят в послемолозивный период статистически достоверно повышался до 5-дневного возраста в контрольной группе (здоровые) +7,55 и 0,38 (Р<0,001) и в первой опытной (больные) +2,89 и +0,23 (Р<0,001). Во второй опытной группе (больные-павшие) не отмечали повышения фагоцитарных показателей.

Значение бактерицидной активности зависит от возраста телят, наиболее низкий уровень отмечен у новорожденных до приема молозива (21,83±0,55 %). Достоверное повышение бактерицидной активности установлено у здоровых телят на 2-, 5-й дни жизни по сравнению с периодом до выпойки молозива. У больных телят отмечали на 10-й день достоверное снижение бактерицидной активности по сравнению с 5-дневным возрастом.

Коэффициент корреляции между фагоцитарной и бактерицидной активностью у больных телят равен 0,81, в 30-дневном возрасте этот показатель был равен 0,74, что указывает на высокую степень взаимосвязи.

Данные изучения комлементарной активности у новорожденных телят свидетельствуют о том, что этот показатель в контрольной группе (здоровые) животных возрастает достоверно (Р<0,05) до 30-дневного возраста по сравнению с периодом до поения молозивом. Так, активность комплемента у здоровых телят после выпойки молозива увеличилась на 2-, 5-, 10-й дни соответственно в 1,35, 1,38 и 1,46 раза, в то время как у больных в аналогичный период это увеличение составило 1,19 , 1,13 и 1,14 раза. У больных-павших животных на 2-, 5-й дни жизни увеличение равнялось в 1,10 и 1,11 раза.

Следовательно, увеличение комплементарной активности в 1,10 и 1,11 раза не было адекватным значению комплемента, обеспечивающему сохранность животных.

Лизоцимная активность у новорожденных телят после поения молозивом увеличилась у здоровых телят на 2-й день в 2,77 раза, на 5-й день в 2,52 раза и на 10-й в 2,9 раза; у больных животных это увеличение равнялось соответственно в 1,97, 1,41 и 1,89 раза. Увеличение лизоцимной активности в 1,3 раза на 2-й день и в 1,25 раза на 5-й день во второй опытной группе (больные-павшие) не предохраняло телят от гибели.

Анализируя показатели пропердиновой активности в сыворотке крови новорожденных животных после выпойки молозива, необходимо отметить, что уровень пропердина в сыворотке крови телят увеличился на 2-, 5- 10-й дни жизни соответственно в 1,41, 1,77 и в 1,71 раза, у больных телят увеличение пропердиновой активности отмечали в 1,5 раза только в 10-дневном возрасте, во второй опытной группе (больные-павшие) содержание пропердина в сыворотке крови на 2-й, 5-й дни после поения молозивом существенно не изменилось: 2,78±0,03 и 2,77±0,025 против 2,93±0,03 ед/мл до поения молозивом.

Данные изучения коррекции иммунодефицита неонатальных телят свидетельствует о том, что применение ретинола внутримышечно в дозе 100000-150000 МЕ 1 раз в сутки в течение 2-3 суток и лактоглобулина внутривенно в дозе 75-80 мл 1 раз в сутки в течение 1-2 суток, обеспечивает иммунокоррекцию порядка 95,0%, данные подтверждены патентом за №345, Республики Молдова от 31.12.1995.

Анализируя данные лечения телят, больных колибактериозом, необходимо отметить, что применение хлорпромазина внутримышечно в форме 2,5 %-ного раствора в дозе 0,6-0,8 мл на 1 кг живой массы 1 раз в сутки в течение 2-3 суток и Т-активина 0,01 %-ный раствор подкожно в дозе 0,8-1,0 мл ежедневно в течение 2-3 суток обеспечивает достижение терапевтической эффективности порядка 93,4 %. Результаты подтверждены патентом за №409, Республики Молдова от 29.02.1996.

Все это свидетельствует о перспективности использования в сельскохозяйственном производстве витамина А и лактоглобулина для коррекции иммунодефицита новорожденных телят, а для лечения колибактериоза телят-хпорпромазина и Т-активина.

6. ВЫВОДЫ.

1. Колибактериоз новорожденных телят в хозяйствах Республики Молдова занимает одно из ведущих мест. Протекает остро с признаками диареи, интоксикации, септицемии, расстройства сердечно-сосудистой и центральной нервной системы. В возникновении, развитии и исходе заболевания первостепенную роль играет уровень содержания иммноглобулинов в крови животных.

2. Концентрация иммунных глобулинов в сыворотке молозива коров первого, второго и третьего дня лактации составляет соответственно 57,02±0,86 мг/мл; 26,42±0,06 мг/мл и 11,56±0,42 мг/мл. Уровень содержания иммунных глобулинов в сыворотке крови новорожденных телят через 24 ч после рождения и в сыворотке молозива коров-матерей первого дня лактации составляет соответственно 23,096±1,00 мг/мл и 59,00±0,59 мг/мл (контрольная группа); 18,1±0,11 мг/мл и 57,02±0,86 мг/мл (энтеритная форма колибактериоза); 15,06±0,12 мг/мл и 54,53±0,57 мг/мл (септическая форма колибактериоза).

3. Количественная оценка абсорбции колостральных антител характеризует иммунный статус новорожденных телят и составляет соответственно 39,21±2,04 % (контрольная группа), 31,78±0,11 % (энтеритная форма колибактериоза) и 27,0±0,23 % (септическая форма колибактериоза). Установлена прямая зависимость между концентрацией иммуноглобулинов в сыворотке крови новорожденных животных и их резистентностью, что свидетельствует о прямой зависимости клинического статуса от сывороточной концентрации иммунных глобулинов и их катаболизма. Увеличение уровня иммуноглобулинов М и А в сыворотке крови клинически здоровых животных соответственно в 5,74 и 3,44 раза по сравнению с павшими указывает на их защитную функцию.

4. Концентрация IgG, IgМ и IgА в сыворотке крови коров составляет соответственно 18,24±0,27 мг/мл, 2,54±0,07 мг/мл и 0,49±0,02 мг/мл. Количественное содержание иммунных глобулинов в колостральной сыворотке существенно превалирует по сравнению с сывороткой крови и равняется IgG 49,5±0,21 мг/мл, IgМ 4,16±0,17 мг/мл, IgА 3,93±0,28 мг/мл. В сыворотке молока уровень иммунных глобулинов значительно меньший в сравнении с колостральной сывороткой и сывороткой крови коров, причем содержание IgА (0,13±0,01 мг/мл) в 2,6 раза больше, чем IgМ (0,05±0,01 мг/мл), что является отличительной особенностью перераспределения иммуноглобулинов в сыворотке крови и секрете молочной железы.

5. Содержание иммуноглобулинов в сыворотке крови и копрофильтратах у телят в зависимости от клинического статуса имеет существенное различие. Так, уровень катаболизма IgG, IgМ и IgА в группе больных телят составил соответственно 26,01; 60,00 и 51,69 %, а в группе павших телят это значение равнялось: 24,86; 12,91 и 69,77 %. Уровень катаболизма общих иммуноглобулинов в группе больных (выживших) телят был в 1,12 раза выше, чем в группе больных (павших), а IgМ в 4,64 раза.

6. Активность антител против К-антигенов Е. coli в молозиве и в сыворотке крови телят 1-2 дневного возраста была низшей, чем активность против О антигенов. Титр К-антител в сыворотке крови неонатальных телят зависит от концентрации К антител в молозиве коров. Различная концентрация антител (титр) в сыворотке крови новорожденных телят против К и О антигенов Е. coli указывает, что кормление молозивом может стимулировать или ингибировать синтез антител к определенным микроорганизмам в одинаковой степени независимо от места их локализации в бактериальных клетках.

7. «К» антитела-агглютинины молозива коров являются фактором, защищающим белых мышей против экспериментального колибактериоза, эффективность проб молозива против определенных серотипов Е. coli можно тестировать агглютинационным методом. Титр О-антител в сыворотке молозива коров и в сыворотке крови телят равнялся соответственно: 1:20-1:160 и 1:10-1:40. При серологической типизации изолированных штаммов Е. coli по К-антигену, обнаруживали фимбрии К99 и К88ас. Большинство тестированных сывороток крови телят не содержали К-антитела.

8. Наиболее важным фактором, влияющим на выращивание новорожденных телят является абсорбция колостральных антител в соответствующем физиологическом количестве. Иммунизация стельных коров поливалентной гидроокисиалюминиевой формол-тиомерсаловой вакциной против колибактериоза (эшерихиоза) телят не ингибирует серотипы Е. coli О8 и О101, входящие в состав вакцины и выделенные от павших телят.

9. При статистической обработке результатов исследования с применением ЭВМ «НАИРИ» крови новорожденных телят, установлено, что использование трех показателей легко измеряемых величин (мочевина, гематокрит, хлориды) позволяет прогнозировать заболевание и, следовательно, профилактировать с применением регидратационной терапии, возмещением кислотности и потери ионов натрия.

10. Уровень фагоцитарной активности и фагоцитарной интенсивности в крови телят в послемолочный период статистически достоверно повышался до 5-дневного возраста в контрольной группе (здоровые) соответственно +7,55 и +0,33 (Р<0,001) и в первой опытной (больные) +2,89 и +0,23 (Р<0,001). Во второй опытной группе (павшие) не отмечали повышение фагоцитарных показателей.

11. Бактерицидная активность сыворотки крови зависит от возраста телят, наиболее низкий уровень отмечен у новорожденных до приема молозива (21,23±0,55 %). Повышение бактерицидной активности установлено у здоровых телят на 2-, 5-й дни жизни по сравнению с периодом до выпойки молозива. На 10-й день у больных телят отмечали достоверное снижение бактерицидной активности по сравнению с 5-дневным возрастом. Коэффициент корреляции между фагоцитарной и бактерицидной активностью у больных телят равен 0,81, что указывает на высокую степень взаимосвязи.

12. Комплементарная активность у новорожденных телят (здоровых) возрастает достоверно (Р<0,05) до 30-дневного возраста по сравнению с периодом до выпойки молозива. Так, активность комплемента у здоровых телят после выпойки молозива увеличилась на 2-, 5-, 10-й дни соответственно в 1,35, 1,38 и 1,46. В то время как у больных в аналогичный период это увеличение составило 1,19, 1,13 и 1,14 раза. У павших животных на 2-, 5-й дни жизни увеличение равнялось 1,10 и 1,11 раза, что не обеспечивало сохранность животных.

13. Новорожденные телята обладают достаточно выраженной лизоцимной активностью, которая после выпойки молозива увеличилась у здоровых телят на 2-й день в 2,77 раза, на 5-й день в 2,82 раза и на 10-й день в 2,9 раза, у больных это увеличение соответственно равняется 1,97, 1,41 и 1,89 раза. Увеличение лизоцимной активности в 1,3 раза на 2-й день и в 1,35 раза на 5-й день во второй опытной группе (больные-павшие) не предохраняло телят от гибели.

14. Увеличение пропердиновой активности в сыворотке крови новорожденных животных после выпойки молозива установили на 2-й, 5-й и 10-й дни соответственно в 1,41, 1,77 и в 1,71 раза, у больных телят увеличение пропердиновой активности отмечали в 1,5 раза только в 10-дневном возрасте, во второй опытной группе (больные-павшие) содержание пропердина в сыворотке крови на 2-й, 5 й дни после поения молозивом существенно не изменялось 2,78±0,03 и 2,77±0,025 против 2,93±0,03 до поения молозивом.

15. Применение ретинола внутримышечно в дозе 100000-150000 МЕ 1 раз в сутки в течение 2-3 суток и лактоглобулина внутривенно в дозе 75-80 мл 1 раз в сутки в течение 1-2 суток обеспечивает иммунокоррекцию до 95,0 %.

16. Применение хлорпромазина внутримышечно в форме 2,5%-ного раствора в дозе 0,6-0,8 мл на 1 кг живой массы 1 раз в сутки в течение 2-3 суток и 0,01%-ного раствора Т активина подкожно в дозе 0,8-1,0 мл ежедневно в течение 2-3 суток обеспечивает терапевтическую эффективность до 93,4 %.

7. РЕКОМЕНДАЦИИ ПРОИЗВОДСТВУ.

1. Для обеспечения максимальной сохранности здоровых, жизнеспособных телят, рекомендуется применение колостральной сыворотки и лактоглобулина для коррекции иммунодефицита неонатальных телят (Методические рекомендации, одобренные НТС МСХ и продовольствия Республики Молдова, Кишинев, 1992).

2. Для выявления «К» антител-агглютининов против К-антигенов Е. coli рекомендуется экспресс-индикация их уровня в колостральной сыворотке коров и сыворотке крови новорожденных телят (Методические рекомендации, одобренные НТС МСХ и продовольствия Республики Молдова, Кишинев, 1994).

3. Для коррекции иммунодефицита новорожденных телят рекомендуется применение ретинола и лактоглобулина (Патент №345 от 31.12.1995, Республики Молдова).

4. Кислотно-основной баланс рекомендуется изучать по трем основным показателям: гематокриту, мочевине, хлоридам.

5. Для лечения больных телят колибактериозом рекомендуется использовать хлорпромазин и Т-активин (Патент №409 от 29.02.1996, Республики Молдова).

6. Результаты экспериментальных исследований, изложенные в настоящей диссертации, целесообразно включить в программу повышения квалификации ветеринарных и зооинженерных специалистов и в раздел «Инфекция и иммунитет» для студентов ветеринарных и зооинженерных факультетов аграрных университетов и колледжей.